Тема: стерилизация и дезинфекция. бактериологический метод диагностики инфекционных заболеваний (1-й день)
20. Характеристика бактериологического метода исследования
Культуральный (бактериологический) метод исследования - совокупность способов, направленных на выделение и идентификацию чистых культур микроорганизмов (бактерий) с помощью культивирования на питательных средах.
Чистая культура - совокупность микроорганизмов одного вида. Чаще всего чистую культуру получают путем отбора и культивирования изолированной колонии (потомство одной микробной клетки).
Этапы метода:
1. Забор материала для исследования.
2. Выделение чистой культуры и ее идентификация.
3. Заключение.
Забор материала для исследования. Вид исследуемого материала зависит от цели исследования (диагностика - от больного; эпиданализ - из внешней среды, продуктов питания, больного и (или) бактерионосителя).
Выделение чистой культуры . Включает 3 или 4 этапа:
1. Посев материала (после предварительной микроскопии) на чашку с плотной питательной средой (лучше дифференциально-диагностической или селективной) с целью получения изолированных колоний. Производят его чаще всего методом механического разобщения. В некоторых случаях (например, кровь) материал предварительно засевают в жидкую среду обогащения с последующим пересевом на чашку с агаровой средой. Иногда до посева проводят селективную обработку материала (с учетом свойств выделяемого микроорганизма; например, обработка кислотой или щелочью для выделения устойчивых бактерий). Культивируют при температуре 37°С в течение 18-24 часов. Время культивирования для разных видов бактерий может колебаться.
2(3):а) изучение колоний на чашке с агаром (культуральные признаки), отбор наиболее типичных; б) приготовление мазков из этих колоний с окраской (по Граму или другими методами); а) отсев остатка исследованной колонии на среду накопления и выращивание в термостате при оптимальной температуре.
3(4). Изучение чистоты культуры, полученной на среде накопления. С этой
целью готовят мазок, окрашивают (чаще по Граму), микроскопически изучают
морфологическую и тинкториальную однородность (в разных полях зрения).
4(5). Идентификация чистой культуры.
Заключение. По совокупности признаков в сравнении со свойствами эталонных (типовых) штаммов указывается вид выделенного из материала микроорганизма.
Оценка метода:
достоинства: относительно высокая чувствительность и точность, возможность определить численность микробов в исследуемом материале, а также чувствительность к антибиотикам;недостатки: относительная длительность, метод дорогостоящий.
21. Питательные среды для аэробов и анаэробов. Требования, предъявляемые к питательным средам, классификация.
Требования:
среды должны быть питательными
должны иметь определенные ph
должны быть изотоническими, т.е. осмотическое давление в среде должго быть такое же как в клетке.
должны быть влажными и не слишком жидкими
должны облпдпть определенным окислительно-восстановительным потенциалом
должны быть стерильными
должны быть унифицированными, т.е. содержать постоянные количества отдельных ингредиентов.
Питательные среды можно разделить:
А) По происхождению:
1} естественные - натуральные продукты питания (мясо, молоко, картофель);
2) искусственные - приготовленные специально для выращивания микробов: - среды из естественных продуктов (мясная вода, мясопептонный бульон (МПБ), мясопептонный агар (МПА), - не имеющие постоянного состава; - синтетические питательные среды - растворы строго определенных количеств солей, аминокислот, азотистых оснований, витаминов в дистиллированной воде - имеют постоянный состав, используются для выращивания микроорганизмов и культур клеток при получении вакцин, иммунных сывороток и антибиотиков;
Б) По назначению:
1) общего назначения (МПБ, МПА) - на них растет большинство микробов;
2) элективные - избирательно способствуют росту одного вида микробов из смеси (например, желточно-солевой агар для стафилококков);
3) дифференциально-диагностические - позволяют отдифференцировать по внешнему виду среды один вид микроба от других (например среды Эндо, Левина для кишечной группы микробов).
Кроме того, в зависимости от целей использования в схеме выделения чистых культур, по назначению можно выделить следующие среды:
1) обогащения - подавляют рост микробов, сопутствующих возбудителю;
2) для получения изолированных колоний;
3) накопления чистой культуры;
В) По консистенции:
1) жидкие;
2) полужидкие (при добавлении агар-агара в концентрации 0,5-0,7%);
3) плотные - выше 1%.
10385 0
Применение бактериологического метода дает возможность выделить возбудителя в чистой культуре из материала, полученного от больного, и идентифицировать его на основании изучения комплекса свойств. Большинство бактерий способны к культивированию на различных искусственных питательных средах (кроме хламидий и риккетсий), поэтому бактериологический метод имеет важное значение в диагностике многих инфекционных болезней.
В случае получения положительного результата бактериологический метод позволяет определить чувствительность выделенного возбудителя к антимикробным препаратам. Однако эффективность указанного исследования зависит от многих параметров, в частности от условий сбора материала и его транспортировки в лабораторию.
К основным требованиям , предъявляемым к отбору и транспортировке материала для бактериологического исследования, относят:
- взятие материала до начала этиотропного лечения;
- соблюдение условий стерильности при сборе материала;
- техническую правильность сбора материала;
- достаточное количество материала;
- обеспечение температурного режима хранения и транспортировки материала;
- сведение к минимальному промежутка времени между сбором материала и посевом на плотные питательные среды.
Транспортировка материала в лабораторию должна быть осуществлена по возможности немедленно, но не более чем в течение 1—2 ч после его взятия. Пробы материала должны находиться при определенном температурном режиме; в частности, стерильные в норме материалы (кровь, спинномозговая жидкость) хранят и доставляют в лабораторию при 37 °С. Нестерильные материалы (моча, отделяемое дыхательных путей и др.) хранят при комнатной температуре не более 1-2 ч или не более суток при 4 °С (условия бытового холодильника). При невозможности доставки проб в лабораторию в регламентированные сроки рекомендуют использовать транспортные среды, предназначенные для сохранения жизнеспособности возбудителей в условиях консервации.
Кровь для исследования следует брать у больного в период подъема температуры тела, в начале появления лихорадки. Рекомендуется исследовать 3-4 пробы крови, взятые с интервалом 4-6 ч, что обоснованно с точки зрения снижения риска «упустить» транзиторную бактериемию и повышения возможности подтвердить этиологическую роль выделенной из крови условно-патогенной микрофлоры, если эта микрофлора обнаруживается в нескольких пробах венозной крови. Пробу крови в количестве 10 мл у взрослого и 5 мл у детей засевают минимум в два флакона со средой для аэробных и анаэробных микроорганизмов в соотношении 1:10. Желательно однократное исследование и артериальной крови.
Взятие спинномозговой жидкости (СМЖ) производит врач при люмбальной пункции в количестве 1-2 мл в сухую стерильную пробирку. Пробу немедленно доставляют в лабораторию, где к ее исследованию приступают также немедленно. При отсутствии такой возможности материал сохраняется при 37 °С в течение нескольких часов. Существенно повышает количество положительных результатов бактериологического исследования посев 1-2 капель СМЖ в пробирку, содержащую полужидкую среду с глюкозой, и в чашку Петри с «кровяным» агаром. Для пересылки материала используют изотермальные ящики, грелки, термосы или любую другую упаковку, где поддерживается температура около 37 °С.
Испражнения для бактериологического исследования отбирают с помощью стерильных деревянных шпателей в количестве 3-5 г в стерильный сосуд с плотно закрывающейся крышкой. Исследование взятого материала должно быть начато не позже чем через 2 ч. Если невозможно приступить к исследованию в течение этого времени, следует отобрать небольшое количество материала, который помещают в соответствующую транспортную среду. При отборе испражнений следует стремиться направлять для исследования патологические примеси (слизь, гной, частицы эпителия и др.), если они имеются, избегая попадания в материал примеси крови, обладающей бактерицидными свойствами.
Для взятия материала могут быть использованы ректальные тампоны (с ватным наконечником). Тампон должен быть увлажнен стерильным изотоническим раствором натрия хлорида или транспортной средой (но не масляным гелем). Его вводят per rectum на глубину 5-6 см и, поворачивая тампон, осторожно его извлекают, контролируя появление на тампоне фекальной окраски. Тампон помещают в сухую пробирку, если к исследованию материала приступят в течение 2 ч, в ином случае - в транспортную среду.
Мочу (средняя порция свободно выпущенной мочи) в количестве 3-5 мл собирают в стерильную посуду после тщательного туалета наружных половых органов. Предпочтительней отбирать утренние порции мочи.
Желчь собирают во время дуоденального зондирования в процедурном кабинете отдельно по порциям А, В и С в три стерильные пробирки, соблюдая правила асептики.
Промывные воды желудка собирают в стерильные банки в количестве 20-50 мл. Следует иметь в виду, что промывание желудка в этих случаях проводят только индифферентными (не обладающими бактериостатическим или бактерицидным действием на микроорганизмы) растворами - лучше кипяченой водой (без добавления соды, перманганата калия и пр.).
Мокрота . Утреннюю мокроту, выделяющуюся во время приступа кашля, собирают в стерильную банку. Перед откашливанием больной чистит зубы и полощет рот кипяченой водой с целью механического удаления остатков пищи, слущенного эпителия и микрофлоры ротовой полости.
Промывные воды бронхов . При бронхоскопии вводят не более 5 мл изотонического раствора натрия хлорида с последующим его отсасыванием в стерильную пробирку.
Отделяемое глотки, ротовой полости и носа . Материал из ротовой полости берут натощак или через 2 ч после еды стерильным ватным тампоном либо ложечкой со слизистой оболочки и ее пораженных участков у входов протоков слюнных желез, поверхности языка, из язвочек. При наличии пленки последнюю снимают стерильным пинцетом. Материал из носовой полости забирают сухим стерильным ватным тампоном, который вводят в глубь полости носа. Материал из носоглотки берут стерильным заднеглоточным ватным тампоном, который осторожно вводят через носовое отверстие в носоглотку. Если при этом начинается кашель, тампон не удаляют до окончания кашля. Для проведения анализа на дифтерию исследуют одновременно пленки и слизь из носа и глотки, беря материал разными тампонами.
Исследуемый материал засевают на плотные питательные среды, используя специальные методики для получения роста отдельных колоний микроорганизмов, которые далее отсевают с целью выделения чистой культуры возбудителя.
Определенные виды бактерий выделяют, используя элективные (избирательные) среды, которые задерживают рост посторонних микроорганизмов или содержат вещества, стимулирующие рост определенных патогенных микробов.
Выделенные на питательных средах микроорганизмы идентифицируют , т.е. определяют видовую или типовую их принадлежность. В последнее время для идентификации в практике здравоохранения используют микротест-системы, представляющие собой панели с набором дифференциально-диагностических сред, что ускоряет исследование. Микротест-системы применяют и для определения чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам методом разведения антибиотика в жидкой питательной среде.
Оценивая результаты бактериологического исследования, врач должен учитывать, что отрицательный результат не всегда означает отсутствие возбудителя и может быть связан с применением антимикробных препаратов, высокой микроцидной активностью крови, техническими погрешностями. Обнаружение патогенного микроба в материале от больного вне связи с клинической картиной возможно в случае реконвалесцентного, здорового или транзиторного бактерионосительства.
Выделение из крови при соблюдении всех правил асептики условно-патогенных микроорганизмов (эпидермальный стафилококк, кишечная палочка) и даже сапрофитов следует считать проявлением бактериемии, особенно если эти микробы обнаружены больше чем в одной пробе материала или в разных субстратах (кровь, моча), поскольку при снижении иммунореактивности организма эти и другие «непатогенные» микроорганизмы могут быть возбудителями инфекционных процессов, в том числе и сепсиса.
Определенную сложность представляет трактовка результатов бактериологического исследования нестерильных сред , а именно доказательство этиологической роли условно-патогенных микроорганизмов. В этом случае учитывают в комплексе такие показатели, как вид выделенных культур, количество микробных клеток данного вида в материале, повторное их выделение в течение заболевания, присутствие монокультуры или ассоциации микроорганизма.
Ющук Н.Д., Венгеров Ю.Я.
1. Забор материала. Характер материала зависит от первичной или вторичной локализации микроба-возбудителя. Если материалом служат испражнения, что чаще всего бывает, то их берут до начала или после суточного перерыва в антибактериальной терапии. Материал лучше забирать ректальной трубкой, тампоном со стерильной пеленки или стерильной пергаментной бумаги, специальным устройством для забора фекалий (ни в коем случае не допуская его контакта с дезинфектантами). Если материалом служит кровь, то забирают 10,0 мл крови из вены локтевого сгиба.
2. Транспортировка материала осуществляется медицинским работником в системе "стекло, металл" в течение не более трех часов после его забора или в консерванте с сопровождающими документами.
3. Питательные среды, используемые для бактериологического исследования, можно подразделить на три группы:
A. Среды обогащения, создающие условия преимущественного размножения выделяемого возбудителя и основанные либо на принципе наличия в среде факторов активации роста данного микроба, либо на принципе подавления роста сопутствующих микробов-антагонистов. Первой группе соответствует среда Рапопорт, второй - селенитовая, магниевая, Мюллера, с пенициллином и т. д.;
B. Среды дифференциально-диагностические - плотные питательные среды, содержащие дифференцирующий углевод - лактозу и индикатор. Кишечные палочки, разлагающие лактозу (лактозоположительные), растут в виде окрашенных колоний в зависимости от типа среды - в малиново-красный и розовый (среда Эндо, Плоскирева) или темно-синий (среда Левина) цвет. Клебсиеллы пневмонии разлагают лактозу в среде с индикатором бромтимоловым синим и образуют колонии желтого цвета, в то время как колонии лактозоотрицательных биоваров формируют колонии цвета среды. Сальмонеллы и шигеллы на средах Эндо, Левина, Плоскирева также не разлагают лактозу и дают бесцветные колонии;
C. Среды накопления чистой культуры. Чаще применяется среда Олькеницкого (трехсахарный агар). Она состоит из столбика, скошенной части и включает лактозу, глюкозу и сахарозу, индикатор, реагенты для определения сероводорода и уреазы. Посев производят уколом в столбик и штрихом по поверхности скошенной части. При росте микробов глюкоза лучше разлагается в столбике, лактоза - на скосе, в результате чего дифференцированно меняется цвет среды. При образовании газа - формируются пузырьки и разрывы в среде, при продукции сероводорода - наблюдается почернение по ходу укола, при продукции уреазы - изменение цвета среды на оранжевый.
4. Идентификация выделенных культур основана на определении:
Ш Общего для семейства признака - грам - палочки;
Ш Наличия капсулы (у клебсиелл);
Ш Цвета колоний на чашечных средах;
Ш Подвижности (сальмонеллы и эшерихии подвижны, шигеллы и клебсиеллы неподвижны);
Ш Биохимических свойств;
Ш Антигенной структуры;
Ш Чувствительности к антибактериальным препаратам;
Ш Чувствительности к бактериофагам.
5. Антигенную структуру определяют по предварительному установлению серогруппы, чаще с монорецепторными адсорбированными сыворотками, а затем серовара тоже с адсорбированными сыворотками.
6. Серологическая диагностика: начинается с получения сывороток от больных. В них обнаруживаются антитела в реакции агглютинации, гемагглютинации, латекс-агглютинации или РСК. Диагноз основан на обнаружении антител в диагностическом титре или нарастании титра антител в динамике болезни. (5)
По данным автора (6) среди острых кишечных инфекций в настоящее время все большее значение приобретают заболевания, вызванные возбудителями, роль которых в патогенезе ОКИ у человека установлена сравнительно недавно. Среди них важное место занимает кампилобактериоз ввиду его широкой распространенности, постоянной тенденции к росту заболеваемости и наносимого им значительного социально-экономического ущерба. По данным ВОЗ, во многих зарубежных странах кампилобактериоз является наиболее частой этиологической формой в структуре ОКИ и в зависимости от региона на его долю приходится от 3 до 73 % всех острых кишечных инфекций. По инициативе ВОЗ изучение кампилобактериоза было включено в национальные программы по борьбе с диарейными заболеваниями примерно в 100 странах мира. Средние показатели заболеваемости кампилобактериозом в западных государствах, имеющих собственные системы биомониторинга, составляют 50 - 100 на 100 тыс. населения. В странах, где целенаправленный мониторинг отсутствует, статистические данные заболеваемости отличаются от реальной картины в несколько раз.
Кампилобактеры широко распространены в окружающей среде, среди животных и птиц. Они входят в состав как аллохтонной, так и аутохтонной микрофлоры. Среди кампилобактеров есть как представители нормальной микрофлоры, так и патогенные для животных и человека виды, вызывающие патологию репродуктивной сферы и диарейные заболевания.
Кампилобактериоз является серьезной проблемой для ветеринарной службы, так как это заболевание наносит значительный экономический ущерб животноводству. В настоящее время для его профилактики в неблагополучных районах используется вакцинация. Изучение кампилобактериоза в Российской Федерации начато с большим опозданием, что сопряжено с рядом причин: в первую очередь с трудностями и высокой стоимостью лабораторной диагностики, связанными с особенностями культивирования кампилобактеров, а также с разнообразием клинических проявлений заболевания и многообразием путей и факторов передачи возбудителей.
На данный момент кампилобактериозная инфекция, широко распространенная во всем мире, и по частоте выявления сопоставимая с сальмонеллезом, в РФ в практических лабораториях почти не диагностируется. Так, в 2002 г по всей России зарегистрирован 461 случай этой инфекции, показатель на 100 тыс. населения составил 0,32. Для сравнения за тот же период времени заболеваемость сальмонеллезом составила 49 480 и 34,27 соответственно. По данным литературы, до июля 2002 года на территории Липецкой области случаев заболевания кампилобактериозом зарегистрировано не было. Однако имелись предпосылки, указывающие на необходимость проведения микробиологического мониторинга возбудителя данной инфекции: стабильно высокий уровень заболеваемости острыми кишечными инфекциями, значительный процент ОКИ неустановленной этиологии, высокий уровень развития промышленного птицеводства на территории области, доступность продуктов птицеводства (основного фактора передачи кампилобактериоза) для различных слоев населения.
Благодаря внедрению бактериологической диагностики кампилобактериоза в лаборатории клинической инфекционной больницы, впервые в 2002 г. выявлены и зарегистрированы случаи кампилобактериоза на территории Липецкой области.
В период с 2002 по 2005 год проведено обследование 11607 больных обоего пола в возрасте от 1 месяца до 77 лет, госпитализированных в клиническую инфекционную больницу г. Липецка с симптомами острой кишечной инфекции.
В проводимых исследованиях использовали штаммы кампилобактеров, выделенные от обследованных больных (табл. 2), а также контрольные штаммы C.jejuni ATCC 11322 (диски Microtrol производства Becton Dickinson, США).
Материалом для исследования служили нативные фекалии больных, реже - содержимое прямой кишки, забранное с помощью ректальной петли. В случае невозможности своевременной доставки материала для исследования в лабораторию, он помещался в транспортную среду Кэри-Блер производства ЗАО НИЦФ г. Санкт - Петербург.
В качестве среды первичного посева использовали отечественную питательную среду кампилобакагар производства Государственного научного центра прикладной микробиологии г. Оболенск с добавлением аэротолерантных добавок: железа II сульфата и пирувата натрия.
Для выделения кампилобактеров применяли метод ядерных фильтров, имеющий ряд значительных преимуществ по сравнению с посевом на селективные питательные среды. Использовали фильтры с диаметром пор 0,46 и 0,55 мкм производства Объединенного института ядерных исследований г. Дубна. Отказ от внесения в среду селективных факторов (антибиотиков) способствовал сокращению срока выделения кампилобактеров до 24 часов инкубации (54,2% штаммов), возможности обнаружения разных видов кампилобактеров; росту возбудителя в чистой культуре, что значительно упрощало учет результатов посева.
Посевы инкубировали при температуре 42,0С в микроаэрофильных и капнофильных условиях в специальных системах для инкубации Genbox фирмы bio Merieux (Франция) с использованием газогенерирующих пакетов «Кампилогаз» производства ООО ИНКО г. Санкт - Петербург, предназначенных для создания искусственной атмосферы, обедненной кислородом и обогащенной углекислым газом. Состав искусственной атмосферы, генерируемой пакетом «Кампилогаз» в сосуде объемом 2,5-3 л: О2 - 5-7 % об., СО2 8-10 % об. Длительность инкубации составляла 48 часов с обязательным просмотром посевов через 24 часа.
Апробирована первичная идентификация колоний, подозрительных на кампилобактериозные, с использованием латексного агглютинационного набора Саmpylobacter test kit фирмы OXOID (Великобритания). Методика основана на взаимодействии латексных частиц тестовой поверхности, сенсибилизированных кроличьими кампилобактериозными антителами, с поверхностными антигенами отобранных клеток, подозрительных на кампилобактериозные.
Для видовой идентификация кампилобактеров использовали современные диагностические системы (стрипы) api Campy фирмы bio Merieux (Франция), позволяющие одномоментное проведение комбинации ферментативных и ассимиляционных тестов, а также тестов на чувствительность к антибиотикам.
Учет и интерпретацию результатов проводили визуально через 24 часа инкубации при 35-37 0С, сравнивая их с идентификационной таблицей.
Ни в России, ни за рубежом до настоящего времени не существует нормативного документа, четко регламентирующего процедуру определения и учет результатов чувствительности кампилобактеров к противомикробным препаратам. Французское общество микробиологов (SFM) и Британское общество антимикробной терапии (BSAC) дают лишь временные рекомендации, говоря о сложности проведения корреляции между МИК и диаметром зон задержки роста, NCCLS также не дает точных рекомендаций.
1. Кампилобактериозная инфекция занимает одно из ведущих мест в структуре ОКИ в Липецкой области. Показатель заболеваемости на 100 тысяч населения составил 1,46 в 2002 году и 3,34 в 2003 году. Максимальные показатели заболеваемости наблюдаются у детей первого года жизни - 147,6 на 100 тысяч населения и у детей 1-2 лет - 43,05 на 100 тысяч населения. Имеется сходство особенностей распространения данной нозологии с другими регионами РФ.
2. Штаммы кампилобактеров, выделенные в Липецкой области, имеют высокий уровень чувствительности к большинству тестируемых антибиотиков за исключением цефалоспоринов 1 поколения (цефалексин, цефазолин).
3. Совместное применение реакции коагглютинации в качестве сигнального скринингового экспресс-метода и бактериологического культивирования кампилобактеров существенно повышает эффективность микробиологической диагностики кампилобактериоза. (6)
По данным проведенных исследований группой авторов (4,5) установлено, что уровень заболеваемости ОКИ до настоящего времени остается довольно высоким и не имеет тенденции к снижению!!! Вместе с тем при ряде ОКИ (шигеллез Флекснер 2а, эшерихиоз 0157, клостридиоз) тяжесть течения болезни и число осложнений в последние годы возрастают и прогноз заболевания зачастую ухудшается. К сожалению, диагностика ОКИ во многих случаях является поздней, а число диагностических ошибок, по данным нашей клиники, за последние 20 лет достигает 12,2-14,7% и остается стабильным.
Главная причина диагностических ошибок - стремление врачей осуществить нозологическую диагностику, основанную на этиологической расшифровке заболеваний. Однако надо иметь в виду, что современный уровень бактериологических, вирусологических и серологических исследований не вызывает оптимизма.
По официальным данным, в квалифицированных лабораториях инфекционных больниц двукратное выделение монокультуры условно-патогенных бактерий из фекалий больных впервые 3 дня болезни удается в среднем в 50%, однократное - в 30% случаев.
При серологических исследованиях надо учитывать, что нарастание титра антител в сыворотке крови больного зависит не только от вида возбудителя, но в большей степени от реактивности организма и зачастую выражено незначительно или не имеет места.
Вместе с тем у постели больного необходима ранняя диагностика ОКИ, исключающая различные хирургические, терапевтические или иные соматические заболевания, имеющие сходную симптоматику. При этом этиологическая расшифровка ОКИ не нужна, так как этиотропная (антибактериальная) терапия при подавляющем числе этих заболеваний (за исключением шигеллеза) не проводится или носит вспомогательный характер.
Этиологическая расшифровка в основном определяется необходимостью проведения противоэпидемических мероприятий и осуществляется в трех ситуациях:
Ш при подозрении на холеру;
Ш при групповых вспышках ОКИ;
Ш при внутрибольничной инфекции.
В этих случаях необходимо проведение углубленных эпидемиологических, бактериологических и серологических исследований. К сожалению, для неотложной диагностики ОКИ малоинформативны инструментальные исследования (ректороманоскопия, колоноскопия, ирригоскопия).
Ранняя диагностика ОКИ должна носить синдромальный характер с целью выявления симптомов, свойственных синдромам интоксикации и обезвоживания. Только при этом может быть обеспечено: снижение числа диагностических ошибок и своевременное и адекватное проведение неотложной патогенетической терапии. На протяжении последних 20 лет летальность при ОКИ не снижается. Причин этому несколько:
v большое количество диагностических ошибок (12,2-14,7%);
v изменение социального состава больных (среди умерших 60% страдали хроническим алкоголизмом, более трети лица социально не защищенные);
v смена циркулирующего серовара шигелл (Flexner 2a);
v патоморфоз ОКИ - увеличение числа случаев с глубоким поражением кишки и развитием перитонита. В нашей клинике летальность при пищевых токсикоинфекциях и сальмонеллезах составляет 0,1% , а при шигеллезе - 1,4%.
Для снижения летальности при ОКИ необходимы:
v ранняя госпитализация в инфекционные стационары тяжелых и среднетяжелых больных, а также социально неустроенных лиц при любой тяжести болезни;
v адекватная регидратационная терапия;
v рациональная этиотропная терапия шигеллеза с использованием цефалоспоринов II-III поколения и фторхинолонов, особенно при тяжелом течении болезни;
v раннее выявление осложнений: инфекционно-токсический шок (ИТШ),
v ДВС-синдром, острая почечная недостаточность (ОПН), пневмония и т.д.;
v выявление и адекватное лечение сопутствующих заболеваний;
v при возникновении у больных неотложных состояний (ИТШ, ДВС-синдром, респираторный дистресс-синдром, энцефалопатия, ОПН, нестабильная гемодинамика) своевременный перевод больных в реанимационное отделение.
Таким образом, ОКИ - это большая группа полиэтиологичных заболеваний, протекающих с синдромами поражения желудочно-кишечного тракта, интоксикации и обезвоживании различной степени выраженности.
Диагностика ОКИ должна быть синдромальной, а не этиологической (за исключением холеры и шигеллеза).
Диагностические ошибки при ОКИ в значительной мере объясняются общностью клинической симптоматики со многими соматическими заболеваниями (острый аппендицит, кишечная непроходимость, инфаркт миокарда, внематочная беременность, декомпенсированный сахарный диабет и др.).
Основу лечения ОКИ составляет регидратационная терапия полиионными кристаллоидными растворами, осуществляемая перорально или внутривенно. Лечение осложненных форм ОКИ (ИТШ, ДВС-синдром, РДСВ, ОПНи др.) во многих случаях должно осуществляться в условиях реанимационных отделений. (7,8)
кишечный инфекция возбудитель
Бактериологический метод исследования (БЛМИ) – метод, основанный на выделении чистых культур бактерий с помощью культивирования на питательных средах и их идентификации до вида на основании изучения морфологических, культуральных, биохимических, генетических, серологических, биологических, экологических характеристик микроорганизмов.
Бактериологическую диагностику инфекций проводят, используя стандартные диагностические схемы, утвержденные Министерством здравоохранения.
Чистая культура – бактерии одного вида, выращенные на питательной среде, свойства которых находятся в процессе изучения.
Штамм – идентифицированная чистая культура микроорганизмов одного вида, выделенная из определенного источника в определенное время. Штаммы одного вида могут несущественно отличаться биохимическими, генетическими, серологическими, биологическими и др. свойствами, а также местом и временем выделения.
Цели БЛМИ:
1. Постановка этиологического диагноза: выделение чистой культуры микроорганизмов и её идентификация.
2. Определение дополнительных свойств, например, чувствительности микроорганизма к антибиотикам и бактериофагам.
3. Определение количества микроорганизмов (важно в диагностике инфекций, вызываемых УПМ).
4. Типирование микроорганизмов, т. е. определение внутривидовых различий на основании изучения генетических и эпидемиологических (фаговаров и сероваров) маркёров. Это используется в эпидемиологических целях, т. к. позволяет установить общность микроорганизмов, выделяемых от разных больных и из разных объектов внешней среды, в различных стационарах, географических регионах.
БЛМИ включает несколько этапов, различных для аэробов, факультативных анаэробов и облигатных анаэробов.
I. Этапы БЛМИ при выделении чистой культуры аэробов и факультативных анаэробов.
Этап.
А.Забор, транспортировка, хранение, предварительная обработка материала. Иногда до посева проводят селективную обработку материала с учетом свойств выделяемого микроорганизма. Например, перед исследованием мокроты или другого материала на присутствие кислотустойчивых микобактерий туберкулеза, материал обрабатывают растворами кислот или щелочей.
Б. Посев в среду обогащения (при необходимости).Его проводят, если в исследуемом материале содержится малое количество бактерий, например, при выделении гемокультуры. Для этого кровь, взятую на высоте лихорадки в большом объёме (8–10 мл у взрослых, 4–5 мл у детей) засевают в среду в соотношении 1:10 (для преодоления действия бактерицидных факторов крови); посев инкубируют при температуре 37 0 С 18-24 ч.
В. Микроскопия исследуемого материала. Из исследуемого материала готовят мазок, окрашивают его по Граму или другим методом и микроскопируют. Оценивают присутствующую микрофлору, ее количество. В ходе дальнейших исследований должны быть выделены микроорганизмы, присутствовавшие в первичном мазке.
Г. Посев на питательные среды с целью получения изолированных колоний. Производят посев материала петлёй или шпателем методом механического разобщения на чашку с дифференциально-диагностической или селективной средой с целью получения изолированных колоний. После посева чашку переворачивают дном кверху (чтобы избежать размазывания колоний капельками конденсационной жидкости), подписывают и помещают в термостат при температуре 37 0 С на 18-24 ч.
Следует помнить, что при посевах и пересевах микробных культур внимание работающего должно быть обращено на соблюдение правил асептики для предупреждения контаминации питательных сред и предупреждения заражения окружающих и самозаражения!
В случае инфекций, вызываемых условно-патогенными микроорганизмами, где имеет значение количество присутствующих микроорганизмов в патологическом материале, делают количественный посев материала, для чего предварительного готовят ряд 100-кратных разведений материала (обычно 3 разведения) в стерильном изотоническом растворе хлорида натрия в пробирках. После чего по 50 мкл каждого разведения высевают на питательные среды в чашках Петри.
Этап.
А. Изучение морфотипов колоний на средах, их микроскопия. Просматривают чашки и отмечают оптимальную питательную среду, скорость роста, характер роста микроорганизмов. Для изучения выбираютизолированные колонии, расположенные по ходу штриха, ближе к центру. Если вырастает несколько типов колоний – каждый исследуется в отдельности. Оценивают признаки колоний (табл. 7). При необходимости чашки с посевамипросматривают через лупу или с помощью микроскопа с объективом малого увеличения и суженной диафрагмой. Изучают тинкториальные свойства отличающихся морфотипов колоний, для этого из части исследуемой колонии готовят мазок, окрашивают по Граму или другими методами, микроскопируют и определяют морфологию чистоту культуры.При необходимости ставят ориентировочную РА на стекле с поливалентными сыворотками.
Б. Накопление чистой культуры. Для накопления чистой культуры изолированные колонии всех морфотипов пересевают в отдельные пробирки со скошенным агаром или какой-либо другой питательной средой и инкубируют в термостате при +37 0 С (такая температура оптимальна для большинства микроорганизмов, но может быть и другой, например, для Campylobacterium spp. – +42 0 C, Candida spp. и Yersinia pestis – +25 0 C).
В качестве среды накопления для энтеробактерий обычно используют среду Клиглера.
Состав среды Клиглера: МПА, 0,1% глюкозы, 1% лактозы, реактив на сероводород (сернокислое железо + тиосульфат натрия + сульфит натрия), индикатор феноловый красный. Изначальный цвет среды малиново-красный, среда «скошена» в пробирках: имеет столбик (2/3) и скошенную поверхность (1/3).
Посев в среду Клиглера производится штрихом по поверхности и уколом в столбик.
Этап.
А. Учет роста на среде накопления, оценка чистоты культуры в мазке по Граму.Отмечают характер роста выделенной чистой культуры. Визуально чистая культура характеризуется однородным ростом. При микроскопическом исследовании окрашенного мазка, приготовленного из такой культуры, в нём в разных полях зрения обнаруживаются морфологически и тинкториально однородные клетки. Однако в случае выраженного плеоморфизма, присущего некоторым видам бактерий, в мазках из чистой культуры могут встречаться одновременно клетки с различной морфологией.
Если в качестве среды накопления использовали индикаторную среду Клиглера, то оценивают изменения ее цвета в столбике и скошенной части, по которым определяют биохимические свойства: ферментацию глюкозы, лактозы и продукцию сероводорода. При разложении лактозы желтеет скошенная часть среды, при разложении глюкозы – желтеет столбик. При образовании CO 2 в процессе разложения сахаров образуются газовые пузырьки или разрыв столбика. В случае продукции сероводорода отмечается почернение по ходу укола из-за превращении сульфата железа в сульфид железа.
Характер изменения цвета среды Клиглера (рис. 23) объясняется неодинаковой интенсивностью расщепления микроорганизмами азотистых веществ и образования щелочных продуктов в аэробных (на скошенной поверхности) и анаэробных (в столбике) условиях.
В аэробных условиях на скошенной поверхности происходит более интенсивное щелочеобразование, чем в столбике среды. Поэтому при разложении глюкозы, присутствующей в среде в небольшом количестве, образующаяся на скошенной поверхности кислота быстро нейтрализуется. В то же время при разложении лактозы, присутствующей в среде в высокой концентрации, щелочные продукты не способны нейтрализовать кислоту.
В анаэробных условиях в столбике щелочные продукты образуются в ничтожном количестве, поэтому здесь выявляется ферментация глюкозы.
Рис. 23. Индикаторная среда Клиглера:
1 – исходная,
2 – с ростом E. coli,
3– с ростом S. paratyphi B,
4 –с ростом S. typhi
E. coli разлагают глюкозу и лактозу с газообразованием, не продуцируют сероводород. Они вызывают пожелтение столбика и скошенной части с разрывами среды.
S. paratyphi разлагают глюкозу с газообразованием, лактозоотрицательны. Они вызывают пожелтение столбика с разрывами, скошенная часть не изменяет цвет и остается малиновой. При этом S. paratyphi B продуцируют сероводород (по ходу укола появляется черная окраска), S. paratyphi A сероводород не продуцируют.
S. typhi разлагают глюкозу без газообразования, лактозоотрицательны, продуцируют сероводород. Они вызывают пожелтение столбика без разрывов, скошенная часть не изменяет цвет и остается малиновой, по ходу укола появляется черная окраска.
Shigella spp. глюкозопозитивны, лактозоотрицательны, не продуцируют сероводород. Они вызывают пожелтение столбика (с разрывами или без них в зависимости от серовара), скошенная часть не изменяет цвет и остается малиновой.
Б. Окончательная идентификация чистой культуры (определение систематического положения выделенного микроорганизма до уровня вида или варианта) и определение спектра чувствительности выделенной культуры к антибиотикам.
Для идентификации чистой культуры на этом этапе изучают биохимические, генетические, серологические и биологические признаки (табл. 8).
В рутинной лабораторной практике при идентификации нет необходимости изучать все свойства. Используютинформативные, доступные, простые тесты, достаточные для определения видовой (вариантной) принадлежности выделенного микроорганизма.